Возрастные изменения крови у животных реферат

Обновлено: 05.07.2024

Изучение правил взятия крови у животного. Определение гемоглобина и свёртываемости крови. Описание морфологии лейкоцитов у животных разных видов. Клиническая оценка видовых лейкоцитозов и лейкопений. Анализ изменения содержания эозинофилов и базофилов.

Рубрика Медицина
Вид реферат
Язык русский
Дата добавления 01.12.2015
Размер файла 35,5 K

Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.

Министерство Науки и Образования

Алматинский аграрный колледж

Тема: Исследования системы крови у животных

г.Алматы 2015 год

1. Правила взятия крови у животного

2. Определение СОЭ

3. Определение гемоглобина

4. Общий анализ крови

5. Определение свёртываемости крови

6. Морфология лейкоцитов крови у животных разных видов

7. Лейкограмма крови и ее диагностическая значимость

8. Видовые лейкоцитозы и лейкопении, их клиническая оценка

9. Изменение содержания эозинофилов и базофилов

10. Нейтрофилия и нейтропения

11. Увеличение или уменьшение содержания лимфоцитов и моноцитов

12. Синдромы нарушения лейкопоэза

13. Определение функциональной способности кроветворных органов

К специальным методам исследования крови прибегают в тех случаях, когда необходимо и возможно установить диагноз на уровне изучения морфологических характеристик клеток в мазке или изменения их функциональных свойств под воздействием различных факторов. В первом случае исследования ведут с использованием цитохимических красителей, специфически реагирующих с определенными включениями или компонентами клеток; функциональные свойства клетки определяют как ответ на физико-химические воздействия [6].

1. Правила взятия крови у животного

кровь животное лейкоцит гемоглобин

Условия взятия крови и ее сохранность до начала лабораторных исследований имеют важное значение при получении достоверных результатов. Во многом эти результаты зависят от техники взятия крови и используемых при этой инструментов. В организме различает артериальную, венозную и капиллярную кровь, которая имеет незначительные цитологические и биохимические отличия. Для морфологических исследований пользуются почти исключительно капиллярной кровью, а при биохимических - венозной.

Капиллярную кровь берут из внутренней поверхности ушной раковины. Шерсть на месте взятия крови выстригают, очищают место укола ватным тампоном, смоченным спиртом-эфиром. Укол делают на глубину до 2 мм. Первую каплю крови стирают, т.к. она содержит случайные примеси и лимфу, а последующие берут для исследования. Очень важно, чтобы кровь вытекала из ранки без надавливания на ткани, иначе она смешивается с лимфой и изменяет свой клеточный и биохимический состав. Истечение крови можно ускорить, если предварительно прогревать место укола в теплой воде или источником сухого тепла (фен, электролампа).

При венепункции прокол окружающих вену тканей и стенки вен делают в один прием. Иглы для взятия крови должны быть с коротким срезом и достаточно большим диаметром, чтобы не травмировать противоположную стенку вены и не вызвать повреждения эритроцитов. Предварительно иглы стерилизуют кипячением в 1%-ом растворе бикарбоната натрия, место вкола обрабатывают аналогично получению капиллярной крови.

При взятии крови из яремной вены иглу вкалывают на границе перехода верхней трети шеи в среднюю. Чтобы вызвать достаточное наполнение вены и уменьшать ее подвижность, вену сдавливает в середине шеи резиновым жгутом или пальцем. При проколе вены необходимо держать иглу в руке так, чтобы направление ее совпало с линией хода вены и чтобы срез иглы был направлен вверх, к голове. Иглу вкалывают под острым углом - в 20-30°. При попадании в вену из иглы вытекает кровь.

Кровь должна стекать по стенке пробирки по избежании разрушения эритроцитов и при необходимости немедленно смешиваться с достаточным количеством антикоагулянта.

Перед извлечением иглы из вены резиновый жгут снимают, пережимают вену пальцем выше места вкола, иглу извлекают, а место вкола некоторое время сдавливают тампоном для предотвращения образования гематомы. В заключении область венепункции дезинфицируют настойкой йода и заливают Колодием [3].

В зависимости от характера исследований готовят определенное количество пробирок. Стенки стеклянной посуды способны обмениваться ионами с кровью, а следы моющих средств и поврежденные пробирки влияют на активность, ферментов. Это можно исключить, если использовать пластмассовые, пробирки одноразового пользования; для некоторых исследований стенки стеклянных пробирок покрывают слоем парафина или силиконового масла.

В зависимости от задач исследования анализу подвергают цельную кровь, плазму или сыворотку.

В цельной крови определяют морфологические показатели, а также содержание глюкозы, кетоновых тел, меди, цинка, кобальта, марганца, селена и др., т.е. веществ, равномерно распределенных между плазмой и эритроцитами. Для исследования веществ, неравномерно распределенных между клетками и жидкой частью крови, следует использовать сыворотку или плазму. В сыворотке, например, исследуют общий белок и его фракции, остаточный азот, мочевину, свободные аминокислоты, липиды, холестерин, билирубин, кальций, неорганический фосфор, магний, йод, связанный с белком (СБЙ), каротин, витамины, ферменты и др. В плазме - резервную щелочность, содержание натрия, калия, неорганического фосфора, магния, каротина, витаминов А, С и др.

Для получения пробы цельной крови или плазмы ее стабилизируют, т.е. в пробирку вносят противосвертывающее вещество - антикоагулянт. Антикоагулянты лучше применять в виде растворов.

Для получения сыворотки пробирки с кровью рекомендуется в процессе взятия крови помещать в термостат с температурой до 38°С. При массовых обследованиях животных таким импровизированным термостатом может быть достаточная емкость с водой указанной температуры. После завершения работ по взятию крови, свернувшиеся пробы обводят тонкой спицей из нержавеющей стали для лучшего отделения сыворотки и ставят в термостат при 37-38°С на 1-2 часа для окончательного отделения сыворотки. Сыворотку сливают и центрифугируют 20 минут при 2000-3000 об/мин.

Для получения плазмы кровь с антикоагулянтом центрифугируют 20-30 минут при 2000-3000 об/мин. Плазма крови отличается от сыворотки наличием фибриногена.

Цельную кровь, плазму и сыворотку для непродолжительного хранения помещают в холодильник (+2…+4°С), длительное хранение сыворотки требует температуры - 20°С.

Нарушение условий хранения проб может стать причиной погрешностей анализа. В результате длительного стояния сыворотки, над эритроцитами могут наступить сдвиги в концентрации ряда компонентов: повышается концентрация калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы, понижается содержание глюкозы вследствие гликолитических процессов. При температуре около 20°С в цельной крови возрастает содержание аммиака, многие ферменты даже при температуре холодильника быстро теряют свою активность (креатинкиназа, кислая фосфатаза), в лактатдегидрогеназа, напротив, быстрее теряет активность при низких температурах [3].

Возникший при взятии или хранении гемолиз эритроцитов приводит к повышению концентрации калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы. Неумелое встряхивание проб при перемешивании их содержимого или при транспортировке также может вызвать гемолиз эритроцитов.

При проведении специальных исследований нужно внимательно следить за выполнением особых, оговоренных в описании методик правил взятия, консервации и хранения проб крови [5].

2. Определение скорости оседания эритроцитов (СОЭ)

Скорость оседания эритроцитов (СОЭ) - неспецифический лабораторный показатель крови, отражающий соотношение фракций белков плазмы; изменение СОЭ может служить косвенным признаком текущего воспалительного или иного патологического процесса. Проба основывается на способности эритроцитов в лишенной возможности свёртывания крови оседать под действием гравитации. В норме величина СОЭ у собак не превышает 2-5 мм/час, а у кошек - 6-10 мм/час.

Принцип метода заключается в следующем. Удельная масса эритроцитов превышает удельную массу плазмы, поэтому они медленно оседают на дно пробирки. Скорость, с которой происходит оседание эритроцитов, в основном определяется степенью их агрегации, то есть их способностью слипаться вместе. Из-за того, что при образовании агрегатов уменьшается отношение площади поверхности частиц к их объёму, сопротивление агрегатов эритроцитов трению оказывается меньше, чем суммарное сопротивление отдельных эритроцитов, поэтому скорость их оседания увеличивается. Агрегация эритроцитов главным образом зависит от их электрических свойств и белкового состава плазмы крови. В норме эритроциты несут отрицательный заряд и отталкиваются друг от друга. Степень агрегации (а значит и СОЭ) повышается при увеличении концентрации в плазме так называемых белков острой фазы - маркеров воспалительного процесса. В первую очередь - фибриногена, C-реактивного белка, церулоплазмина, иммуноглобулинов и других. Напротив, СОЭ снижается при увеличении концентрации альбуминов.

Определение СОЭ проводят методом Панченкова (в капилляре). В методе Панченкова в качестве антикоагулянта используют цитрат натрия. В капилляр набирают 2,5 мкл цитрата и в тот же капилляр добирают 7,5 мкл крови или в заранее раскапаные пробирки с цитратом добавляют 7,5 мкл крови, кровь с цитратом перемешивают в пробирке, снова набирают в капилляр и устанавливают в специальный штатив на 1 час. По методу Вестергрена (в пробирке).

Более ста лет данный лабораторный тест применяется для количественного определения интенсивности разнообразных воспалительных процессов. Так, чаще всего увеличение СОЭ связано с воспалительными процессами, отравлениями, инфекциями, инвазиями, опухолями, гемобластозами, кровопотерей, травмами, оперативными вмешательствами.

Хотя воспаление и является наиболее частой причиной ускорения оседания эритроцитов, увеличение СОЭ также может обусловливаться и другими, в том числе и не всегда патологическими, состояниями [9].

Несмотря на свою неспецифичность определение СОЭ все еще является одним из наиболее популярных лабораторных тестов для установления факта и интенсивности воспалительного процесса.

3. Определение содержания гемоглобина

Определение содержания гемоглобина в крови животных является одним из самых важных и массовых показателей. Для определения гемоглобина чаще всего анализируют производные гемоглобина, образовавшиеся в процессе его окисления и присоединения к гену различных химических групп, приводящих к изменению валентности железа и окраски раствора [3].

Для рутинных лабораторных исследований наиболее предпочтительны колориметрические методы, как наиболее дешевые, простые и

быстрые в исполнении. Кровь животного - это нормальная смесь производных гемоглобина с различными спектрами поглощения. При количественном определении гемоглобина колориметрическими методами возникает проблема в выборе реагента, который превращал бы все производные гемоглобина только в одну форму перед фотометрическим анализом. Лучшими методами, количественно превращающими гемоглобин в его производные, оказались гемиглобинцианидный (HbCN), гемихромный (HbChr) и гемиглобиназидный (HbN3), которые при фотометрировании дают наименьшую ошибку определения среди других методов анализа [1].

Повышение: некоторые формы гемобластозов, в частности эритремия, обезвоживание организма.

Понижение (анемия): различные виды анемий, в том числе вследствие кровопотери.

Принцин гемиглобинцианидного метода основан на переводе всех форм гемоглобина в одну - гемиглобинцианид. Перевод гемоглобина в гемиглобинцианид осуществляется при его взаимодействии с трансформирующим раствором, содержащим феррицианид калия, цианид калия, дигидрофосфат калия и неионный детергент. Дигидрофосфат калия поддерживает уровень рН, при котором реакция проходит за 3-5 минут. Детергент усиливает гемолиз эритроцитов и предотвращает мутность, связанную с белками плазмы. Феррицианид калия окисляет все формы гемоглобина в метгемоглобин, который образует с цианистым калием гемиглобинцианид, имеющий красноватый цвет, интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации гемоглобина в пробе.

Принцип гемихромного метода основан на переводе всех форм гемоглобина в одну - гемихром. При взаимодействии гемоглобина с трансформирующим раствором, содержащим жирные кислоты с феррицианидом калия или додецилсульфат натрия, происходит его превращение в окисленную низкоспиновую форму - гемихром (HbChr), имеющую красноватый цвет, интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации гемоглобина в пробе.

При широкомасштабных испытаниях гемихромного метода было показано, что в интервале концентраций гемоглобина от 40 до 200 г./л калибровочные графики гемиглобинцианида и гемихрома представляют прямую линию, выходящую из начала координат, а близкие углы наклона прямых указывают на сопоставимость обоих методов.

При определении гемоглобина двумя методами Ахрем А.А. с соавторами показали, что большую точность (и меньшую s) дает гемихромный метод. Авторы предполагают, что SDS способствует солюбилизации мембранных частиц и препятствует адсорбции белка на стекле пробирок и кювет, тем самым обеспечивается высокая точность анализа [7].

Сравнительная оценка результатов определения гемоглобина в крови двумя методами показала, что результаты сопоставимы, а коэффициент корреляции методов составляет 0,99. Таким образом, гемихромный метод определения гемоглобина в крови обладает всеми достоинствами гемиглобинцианидного метода, которые дополняются отсутствием в составе трансформирующего реагента высокотоксичных цианидов и других ядовитых веществ.

Выполнение. В сухие чистые пробирки дозатором внести по 5 мл трансформирующего раствора, к ним прилить по 20 мкл крови поверенной пипеткой Сали или механическим дозатором со всеми предосторожностями, перечисленными в предыдущем разделе. Пробу тщательно перемешать на микровстряхивателе или вручную до достижения гомогенного раствора. Растворы выдержать при комнатной температуре время, указанное в инструкции к набору, и измерить оптическую плотность растворов на поверенном, калиброванном приборе в кювете, имеющей нулевое поглощение дистиллированной воды относительно аналогичной контрольной (с длиной оптического пути 10 мм). Окраска растворов устойчива до 5 час и более, что позволяет проводить измерения в любое удобное время в этом временном интервале. Расчет содержания гемоглобина в крови произвести по калибровочному графику или фактору, определенному на данном приборе. Если соблюдены все перечисленные условия подготовки и проведения анализа, описанные выше, погрешность определения гемоглобина в крови не будет превышать ±2%. Кратко суммируем источники возможных ошибок при определении гемоглобина: использование некалиброванных пипеток и несовершенная техника дозирования проб крови; применение неповеренного оборудования, не обеспечивающего линейную зависимость оптической плотности от концентрации гемоглобина в требуемой области измерений; нестабильность прибора; отсутствие внутрилабораторного контроля качества; недостаточная чистота кювет, особенно проточных; ошибки при построении калибровочных графиков и расчете факторов; использование контрольных растворов гемоглобина низкого качества; ошибки оператора, ошибки, допускаемые на преаналитической фазе [6].

4. Количественные характеристики клеток крови

Определение количества клеток крови проводится различными методами: с помощью счетных камер, в мазках крови (подсчет тромбоцитов на определенное количество эритроцитов), с помощью автоматических устройств. Во всех случаях результаты представляются в виде количества клеток в единице объема крови. По международной системе единиц (СИ) число форменных элементов в крови выражают в расчете на 1 л [2].

Подсчет клеток с помощью счетных камер является наиболее распространенным микроскопическим методом. Он основан на использовании разведенной крови, внесенной в счетную камеру. Все форменные моменты подсчитывается по единому принципу, различие заключается в степени разведения крови и применения, различных по составу разбавителей для эритроцитов, лейкоцитов и тромбоцитов.

Использование счетных камер делает метод достаточно трудоемким для лабораторных исследований. На точности метода сказывается ошибки при взятии крови, разбавлении ее, неравномерности заполнения камер, нарушение правил подготовки камер к работе и подсчета клеток. Метод требует большого и постоянного напряжения при работе с микроскопом и особенно утомителен при подсчете эритроцитов и тромбоцитов. В то же время камерный метод может быть применен в любых условиях, не требует сложного оборудования и дефицитных реактивов [8].

Подсчет тромбоцитов в мазках крови объясняется их малыми размерами и недостаточной четкостью контуров при подсчете в счетной камере. Тромбоциты считаются на определенное количество эритроцитов в мазке (чаще на 1000 эритроцитов) с последующим пересчетом на 1 л крови.

Использование фотометрических или кондуктометрических принципов позволило создать автоматические счетчики и гематологические автоматы для лабораторных исследований. Форменные элементы крови либо перекрывают световой луч специального сканирующего микроскопа, либо изменяют сопротивление между электродами капилляра, по которому протекает разбавленная кровь, при этом возникает импульс, регистрируемый счетным устройством [2].

Гематологические счетчики и автоматы значительно повышают производительность труда и точность исследований, позволяют определять параллельно 7-8 параметров. В то же время высокая стоимость таких аппаратов, специальные требования к качеству реактивов, высокая производительность и жесткость программ делают рентабельным их использование лишь в условиях крупных лабораторий и стационаров.

Количество эритроцитов и лейкоцитов в крови здоровых животных колеблется в широких пределах (табл. 1).

Цель занятия: Провести изучение показателей крови у молодняка и полновозрастных животных, выделить особенности, сделать выводы.
У животных существуют заметные изменения многих па­раметров состава крови в онтогенезе.

Клинико-физиологическое значение показателей :

1. Количество эритроцитов в крови и содержание гемоглобинау новорожденных связано с характером внутриутробного развития, обеспеченностью стельных коров полноценным кормлением и моционом.

Гипохромные анемии могут возникать при дефиците железа, меди, избытке некоторых микроэлементов (молибдена), либо при хронических или острых интоксикациях, сопровождающихся поражением органов кроветворения, либо вызывающих повышенный распад эритроцитов.

Гипоксические состояния новорожденных (длительные, тяжелые роды, узкий таз) могут менять показатели красной крови. Умеренные гипоксии повышают количество эритроцитов периферической крови (компенсаторная реакция), тяжелые гипоксии сопровождаются повышенным разрушением эритроцитов.

В последующие дни жизни у нормально родившихся телят показатели красной крови менее лабильны. При дегидратации организма происходит относительное увеличение показателей красной крови. То же наблюдается в определенные стадии заболеваний дыхательных путей (началь­ная, компенсаторная реакция).

Содержание эритроцитов у лошадей и крупного рогатого скота в молодости высокое, к году уменьшается, также стабили­зируется и уровень гемоглобина.

У поросят до 9 месяцев количество эритроцитов увели­чивается, а уровень гемоглобина уменьшается (вследствие не­достатка железа).


По мнению ряда авторов, гемопоэз начинает­ся на стадии плода, а ко времени рождения поросят число эрит­роцитов составляет 2-5 млн/ куб. мм, в стадии половозрелости увеличивается и составляет 8 млн/ куб. мм. Продолжительность жизни эритроцитов составляет у поросят 62 дня.

Показатель гематокрита достаточно высокий при рождении (40%), снижает­ся впервые 8 дней до 31- 34%, и увеличивается к 11-12 дню примерно до 36- 38% и остается стабильным на протяжении первых 4 месяцев.

Содержание гемоглобина у поросят при рож­дении может составлять 110-130 г/л (до 150 г/л), далее к 5-15 дню резко снижается 75 г/л и стабилизируется к 60-80 дню до 120 г/л.

Снижение показателя гематокрита и уровня гемоглоби­на связано с недостатком железа. В подсосный период порося­там необходим дополнительный источник железа для синтеза гемоглобина, поскольку запасы железа в организме к рождению ограничены вследствие слабого переноса через плаценту, а в молоке содержание этого элемента недостаточно.

Недостаток железа у поросят приводит к микроцитарной гипохромной ане­мии. Введение железа анемичным поросятам вызывает увеличе­ние синтеза гемоглобина и возрастание числа эритроцитов и показателя гематокрита.

Гемолиз эритроцитов. По данным ряда авторов, 0,75% раствор хлорида натрия приводит к сильному гемолизу эритро­цитов свиней, у поросят полный гемолиз происходит в 0,55% растворе, а у более взрослых поросят в 0,42-0,45% растворе.

Время свертывания свежей крови свиньи с возрастом уменьшается. Это частично связано с малым количеством кровяных пластинок и со сравнительно низким содержанием фибриногена в крови новорожденных поросят. Так, у поросят время свертывания 4 мин и может достигать 6 мин, а у свиней - 4 мин и уменьшается до 1мин.

Примечание: по данным Васильевой Е.А. 1982, Воскобойника ВФ., 1991; Левахина Ю.Д., 1975; Пронина В.П., 1989; Федина А.С, 1989, У. Дж.Понд, 1983. и др.

2. Лейкоциты, циркулирующие в периферической крови, обуславливают оперативную защиту организма от чужеродных антигенных воздействии, количество их связано с уровнем резистентности организма.

Лейкоцитарная реакция организма на воздействия извне отражает уровень и степень адаптации. К моменту рождения телят циркулирующие лейкоциты имеют определенную специализацию - моноциты и полиморфноядерные клетки (нейтрофилы, эозинофилы) обладают фаго­цитарной активностью, лимфоциты (Т - и В-популяции) осуще­ствляют клеточный гуморальный иммунитет.

Пониженное со­держание лейкоцитов у телят (менее 5000 в 1 мкл) свидетельст­вует о снижении резистентности организма и может быть свя­зано с хроническими и острыми интоксикациями, поражениями паренхимы печени, вирусными и бактериальными инфекциями, в определенной стадии стрессовой реакции. У телят может на­блюдаться как ответная стрессовая реакция при мечении.

Повышенное содержание лейкоцитов (15 тыс. – 18 тыс. в 1 мкл) связано с определенными (чаще всего начальными) ста­диями острых бактериальных заболеваний, органными либо системными поражениями. Умеренное повышение числа лейко­цитов может иметь метаболический характер (после приема первых порций молозива).

Клиническое значение различных видов лейкоцитов:

Ней­трофилы являются высокоспециализированными клетками кро­ви, осуществляющими защитные функции организма за счет фагоцитоза и способности вырабатывать бактерицидные веще­ства (лизоцим), антитоксические вещества, пирогенные факто­ры. Степень созревания нейтрофилов связана с морфологиче­скими изменениями их ядра, в связи с чем (по возрастанию зрелости) различают юные, палочкоядерные и сегментоядерные нейтрофилы. Соотношение молодых и зрелых форм, циркули­рующих в периферической крови, имеет диагностическое значение.


Рис. 18. Общая микроскопическая картина крови коровы:

1- базофил; 2 — эозинофил; 3 — нейтрофил;

4 — лимфоцит; 5 — моноцит; 6 — эритроциты;

7 — кровяные пластинки.
Появление более молодых форм, вплоть до миелоцитов, обычно связано с начальными стадиями инфекци­онного процесса (при этом происходит и увеличение числа лей­коцитов), токсическими эндо- и экзовоздействиями, сопровож­дающимися раздражением кроветворной ткани. Уменьшение числа циркулирующих нейтрофилов связано с угнетением их миграции и чаще всего вызывается химическими факторами экзо- и эндогенного происхождения, острыми вирусными забо­леваниями.

Лимфоциты:

Т - лимфоциты, генерируемые костным мозгом и дифференцируемые в тимусе, ответственны за разви­тие клеточного иммунитета. Они являются антигенреактивными клетками и составляют большинство среди щфкулирующих лимфоцитов.

В - лимфоциты являются основными антителопродуцентами. Недостаточность системы В - лимфоцитов приводит к иммуннодефицитным состояниям - в крови либо отсутствуют иммунные глобулины, либо количество их снижается (гипогаммаглобулинемия или агаммаглобулинемия).

У животных с таким недостатком понижена устойчивость к инфекциям, они часто болеют. У телят активное функционирование антитела синтезирующих клеток начинается с 35-40-дневного возраста, хотя способность к образованию иммунных глобулинов со свой­ствами антител имеется еще во внутриутробном периоде разви­тия.

Эозинофилы участвуют в обмене гистамина, в аллергиче­ских реакциях, сорбируют на своей поверхности антигены и переносят их в лимфатические узлы, способствуя выработке антител. У новорожденных телят содержание эозинофилов в крови коррелирует с уровнем адаптивных (стрессовых) реак­ций.

Увеличение количества эозинофилов после перенесенных заболеваний является благоприятным признаком. (У более взрослых животных это может быть связано с аллергическими реакциями, паразитарными заболеваниями, с воздействием не­которых химических веществ, обладающих аллергенными свой­ствами.)

Уменьшение количества эозинофилов, вплоть до их исчезновения из периферической крови, совпадает со стрессовыми реакциями, например в начальной стадии заболевания при нанесении боле­вых раздражений, грубой фиксации, обездвиживании теленка, мечении, кровотечением и др.

Базофилы в периферической крови новорожденных телят встречаются редко, участвуют в аллергических реакциях.

Моноциты наиболее крупные клетки периферической крови. Пребывание и циркуляция их в периферической крови являются временными, как фаза созревания и формирования системы макрофагальной защиты организма. Моноциты способны к фагоцитозу корпускулярных чужеродных частиц, детрита и измененных собственных клеток. Участвуют в осуществлении клеточного и гуморального иммунитета. У поросят наблюдается уменьшение числа лей­коцитов с 17 тыс. в 1 мкл при рождении примерно вдвое ко вто­рой недели жизни.

Лейкоцитарная формула у поросят :

- лимфоциты составляют большую фракцию (50%),

- моноциты - 5% от общего числа лейкоцитов.
Задание: Записать табличные данные (Табл. 9) по содержанию морфологических показателей крови у различных видов и возрастов животных.

Вопросы для подготовки:

1. Охарактеризуйте возрастные особенности изменений морфологических показателей крови у животных.

Изучение возрастных изменений биохимических показателей крови животных

Цель занятия: Провести изучение биохимических показателей крови у молодняка и полновозрастных животных, выделить особенности
С возрастом животных в зависимости от. уровня обмена веществ изменяется и концентрация ряда биохимических ком­понентов в крови и тканях. Особенно значительные сдвиги в обмене веществ и количественном содержании биохимических соединений в крови происходит в период интенсивного роста в первые шесть месяцев жизни животного.

Новорожденные животные значительно отличаются по ряду биохимических показателей от молодняка старшего воз­раста и взрослых животных (Рис.19.).

В сыворотке крови новорожденных и молодняка младшего возраста всех видов сельскохозяйствен­ных животных и птицы содержится меньше общего белка и гаммаглобулинов по сравнению со взрослыми животными.

Так, у новорожденных телят в первые часы жизни в плазме крови отмечается снижение концентрации глюкозы, за­тем к 24 часам регистрировался подъем.

У них же впервые 2 часа жизни гамма - глобулины обнаруживаются только в 30 % случаев, с возрастом количество общего белка в сыворотке кро­ви увеличивается. В течение суток, наряду с появлением гамма - глобулинов, выявлено и некоторое увеличение бета - глобулинов. В последующие пять дней происходит рост количества бета – и гамма - глобулинов.


Рис.19. Ягненок новорожденный

У молодняка младшего возраста всех видов животных в сыворотке крови количество свободных аминокислот меньше, с возрастом оно увеличивается.

У новорожденных наиболее высокий уровень сахара в крови. У молодняка младшего возраста по сравнению со стар­шим - больше неорганического фосфора в сыворотке крови и выше активность щелочной фосфатазы. К периоду полового созревания: ряд биохимических показателей приближается к уровню взрослых (Рис.20.).

С возрастом изменяется биохимический состав органов и тканей, последние постепенно теряют воду. У старых животных снижается концентрация РНК, ДНК и ассимиляционный синтез белков.

В зависимости от возраста меняется содержание муко - полисахаридов в основном веществе соединительной ткани, по­вышается содержание жира в жировых "депо", что связано с понижением активности липопротеидлипазы. По данным B.C. Минеева (1979), в первые месяцы жизни телят показатели углеводно-жирового обмена изменяются по - разному.


Рис. 20. Взрослая лактирующая корова

Уровень сахара в крови уменьшается до 9-10 мес. возраста, а в это же время содержание летучих жирных ки­слот увеличивается, в первые 3-5 месяцев после рождения у те­лят увеличивается и содержание ацетоновых тел. Данный ха­рактер изменения указанных показателей крови объясняется возрастным совершенствованием интесивности микробиохими­ческих процессов использования углеводов в преджелудках растущих телят, в связи с чем сахара как такового в кровь всасыва­ется все меньше, но увеличивается содержание продуктов сбра­живания, ЛЖК и ацетоновых тел.

Показатели белкового обмена в связи с возрастом увели­чиваются. Эти явления объясняются совершенствованием преджелудочного пищеварения и усложнения характера азотистого обмена в тканях молодняка крупного рогатого скота. После указанного возраста молодняка крупного рогатого скота вышеперечисленные показатели крови колеблются в не­больших пределах на уровне, соответствующем взрослому животному.

Изучение связи биохимических показателей показало, что наибольшая и четко прослеживающаяся связь во все возрас­тные периоды обнаруживается у показателей белкового обмена с породой скота, гораздо меньше эта связь у показателей угле­водно-жирового обмена.

Вместе с тем характер кормления больше отражается на уровне сахара, ЛЖК, кетоновых тел и щелочного резерва и поч­ти не сказывается на изученных показателях белкового обмена. Уровень кормления больше влияет на показатели крови, харак­теризующие энерго - синтетические процессы: сахар, щелочной резерв, остаточный азот, мочевина, активность ферментов переаминирования.

У новорожденных поросят до того как они начинают потреблять молозиво, в сыворотке крови содержится мало белков. Общее их количество может составлять 24,2 г/л. Альфа - глобулины составляют половину, альбумин - 1/5 часть белков, а бета- и гамма - глобулины оставшуюся часть. После потребления молозива процент гамма - глобулинов возрастает до 30%. Фракция бета - глобулинов увеличивается за счет уменьшения доли альфа - глобулинов и альбумина.

Читайте также: